Accéder au contenu principal

Histologie

Sur des rats Wistar

Avec l'aimable autorisation du Laboratoire de Pathologie du Département de Médecine de la Faculté de Ribeirão Preto – USP

histologie

01

Groupe
d'étude

Expérimentateurs : R. Mené, M. Kim, A. Tenenbaum

N= 29 rats Wistar
Poids moyen : 421g

Origine des animaux : Biotério Central du campus de Ribeirão Preto de l'Université de São Paulo
Maintenance : Pathologie expérimentale Laboratoire de Pathologie du Département de Médecine de la Faculté de Ribeirão Preto – USP
Hébergement des animaux : boîtes en polypropylène
Alimentation des animaux : régime de base du laboratoire et eau
Conditions lumineuses : cycles naturels jour/nuit sous des conditions de base contrôlées
Expérimentateurs : A. Tenenbaum, R. Mené, Kim

département de pathologie

02

Sacrifice des animaux & prélèvements histologiques

Microscopie conventionnelle

Les souris ont été euthanasiées dans des chambres à CO2.

  • Incision de la peau avec une lame n° 23
  • Repérage et isolation du muscle pré-tibial à l'aide de ciseaux Metzenbaum
  • Section des tendons avec des ciseaux Mayo.
  • Fixation des portions de muscle sur des sections de liège
  • Inclusion en utilisant une solution de formaldéhyde à 50 % - 10 % tamponnée et 50 % de paraffine pure pour l'étude en microscopie optique conventionnelle.
  • Coloration des coupes selon le procédé histologique de routine.
  • Microtome utilisé : Leika RM 2155
  • Coloration des coupes musculaires avec

-hématoxyline-éosine
-tricrome de Masson
-et picro-sirius rouge.

  • Examen histologique réalisé avec un microscope conventionnel (Olympus BH-2).
  • Observation sous lampe polarisée
  • La documentation photographique a été réalisée avec un microscope Leika DMR couplé à un appareil photo numérique Leika CD 300F et un PC compatible.
microtome

03

Matériel

6 rats/cage
  • Les animaux ont été répartis dans 6 cages, de sorte que les cages numérotées de 1 à 5 contenaient 5 rats et la cage numéro 6 en contenait 4 
  • Tous les animaux ont été soumis à une évaluation de la marche par empreintes de pas sur papier spécial, après immersion préalable des membres postérieurs dans une solution savonneuse. 
  • Cage 1 contenait le groupe témoin, qui a reçu l'application de 0,1 ml de solution saline (NaCl 0,9 %) sur le muscle pré-tibial droit. 
  • Les souris des cages 2 à 5 ont reçu 0,1 ml d'Endopeels Original Main Product sur le même muscle que le groupe témoin.

  • Cage 6 était constituée de 4 rats, et chacun a reçu 0,5 ml du produit principal Endopeels original injecté dans le plan sous‑cutané. 

  • Tous les animaux ont été soumis à une évaluation de la marche avant et après leurs injections respectives.

cages pour rats

04

Méthodes

Les animaux sont sacrifiés après 10 jours - 1 mois - 3 mois - 7 mois
table de sacrifice

05

Contrôle

Après injection de NaCl 0,5 %

Commentaire : Rien à signaler après l'injection de solution saline

sans traitement

L:Pré-tibial-Pas de traitement

R:Pré-tibial-Après 0,1 ml NaCl 0,9 % IM

06

10 jours après l'injection d'Endopeel

Cage 2

10 jours après l'injection d'Endopeel de 0,1 ml dans le muscle pré-tibial droit.

Ici on peut observer la formation des vacuoles entourées de lymphocytes. Les vacuoles sont différentes d'une nécrose tissulaire . La présence de lymphocytes est liée à la perméabilité des membranes cellulaires.

 

contrôle gauche- 100xD10

L : Contrôle-100xD10

droit - 100xD10

R:100xD10

droit 200x

R :200xD10

droit 400x D10

R :400xD10

07

1 mois après l'injection d'Endopeel

Cage 3

1 mois après l'injection d'Endopeel de 0,1 ml dans le muscle pré-tibial droit.
Ce qui apparaît en noir sur les images n'est pas une nécrose, comme pourraient l'imaginer certains scientifiques !
En fait, 4 conclusions doivent être prises en considération

  • un artéfact de coloration
  • une absence de nécrose
  • une apoptose
  • un processus biorégénératif 
contrôle gauche- 100xD30

L : Contrôle-100xD30

droit 100x

R:100xD30

droit 400x D30

R :400xD30

08

3 mois après l'injection d'Endopeel

Cage 4

3 mois (D90) après l'injection d'Endopeel de 0,1 ml dans le muscle pré-tibial droit.

contrôle gauche- 100xD90

L : Contrôle-100xD90

droit 100x

R:100xD90

09

7 mois après l'injection d'Endopeel

Cage 5

7 mois (D210) après l'injection IM d'Endopeel de 0,1 ml dans le muscle pré-tibial droit.

Rétablissement complet ad integrum après 7 mois

contrôle gauche- 100xD210

L : Contrôle-100xD210

droit 100x

R:100xD210

L Contrôle 50xD210

L :Contrôle 50xD210

R50X-D210

R50X-D210


10

Injection d'Endopeel dans le tissu sous‑cutané

Cage 6

0,5 ml (5 x 0,1 ml)  Injection SC d'Endopeel dans la région pré-tibiale sous‑cutanée droite.

L:200x-Contrôle-SC

R-D10-SC-200X

R-D10-SC-200X

R-D30-SC-200X

R-D30-SC-200X

R-D90-SC-200X

R-D90-SC-200X

R-D210-SC-200X

R-D210-SC-200X

R-D210-SC-400X

R-D210-SC-400X


conclusions
    • Endopeel induit une myofibrolyse sélective réversible et une réaction inflammatoire sur une période d'environ 1 mois
    • Les modifications musculaires sont réversibles dans quasiment leur totalité
    • Le muscle est le meilleur endroit pour injecter Endopeel en raison d'une plus grande efficacité, d'un meilleur contrôle et d'une plus longue durée de son action
    • Aucune nécrose ni abcès n'a été trouvée au cours de l'étude.

Autre étude appliquée à la gynécologie

Autre étude